ATP钾通道与脑损伤的关系

2007-07-06 22:55 阅读(?)评论(0)
 大脑对能量的高需求主要用于维持离子梯度和膜静息电位,因此即使短暂的能量供应障碍也能引起中枢神经元的不可逆损伤[1] .在海马的离体研究表明,短期乏氧诱导神经细胞发生一系列变化:少量细胞膜去极化,轴突超极化,突触传递减少,一时的超兴奋性[2]。这些对乏氧的不同反应的机制尚未完全阐明,但乏氧诱导的膜超极化已经成为研究保护神经细胞的热点。因为细胞膜超极化降低其兴奋性,可以减少能量消耗,从而在能量代谢障碍时,减少细胞死亡,成为保护细胞的机制[1]。电压钳制研究方法认为,代谢障碍在伴有或不伴有低氧的条件下,神经细胞膜电流的变化主要是以KATP通道的激活为基础的非时间依赖性外向K+电流的产生所致[3]KATP通道是可被细胞内ATP控制的离子通道,它将细胞的能量代谢状态和其膜电兴奋性偶联起来[4],所以在细胞代谢研究中受到普遍重视。

1983年,日本学者Noma首先在哺乳动物心室肌细胞上发现KATP通道[5],随后发现其存在于胰腺b 细胞、骨骼肌、平滑肌、神经细胞等各种组织[4],在这些组织的生理及病理活动中发挥重要的调节作用,但其具有显著的组织特异性和功能差异性[6],在心肌、胰腺b 细胞的KATP通道的研究已经取得很大成果,近几年,在脑组织中也逐渐完善。下面就神经细胞与KATP通道的关系作一简要概括。

1.    神经细胞KATP通道的分子生物学及生理特性

1 分子生物学特性

自从膜片钳技术创立以来,KATP通道的分子生物学,电生理等特性已被大量研究。KATP通道是具有两种亚单位的异构多聚体,一种是内向整流的Kir6.x(Kir6.1,Kir6.2), 另一种是磺酰脲受体SurS亚单位,KATP通道的传导孔道由Kir6.x组成,同时Kir6.x也作为ATP感受器,SurS是通道的整合部分,是必要的调节亚基,对通道开放剂敏感[7]。二者在构成KATP通道时缺一不可。在神经细胞中表现出Sur1Sur2 Kir6.2的选择性共表达,通过研究KATP通道与黄酰脲的亲和力及代谢敏感性区别出:表达Sur1+Kir6.2的神经元对代谢抑制非常敏感,而Sur2+Kir6.2共表达的神经元则无此表现[8]。在背根非兴奋性的细胞中,可以检测到高水平的Kir6.2 mRNA,而Sur1的信号却很微弱[9],所以神经细胞中功能性的KATP通道都是由Kir6.2Sur1组成的四聚体(Sur1/Kir6.24,与胰腺b 细胞的构成相同[7]。分子克隆技术和膜片钳技术研究表明KATP通道在脑组织中广泛存在,但其分布不均匀,在黑质、苍白球、纹状体、海马、小脑、皮质等处数量较多,其余部分则相对较少[10],最近利用磺酰脲类药物及KATP通道开放剂鉴定,在孤束核及神经末梢也有KATP通道存在[11 12]

2 生理特性

不同种神经元的KATP 通道生理特性也不尽相同,Jiang等人已经在人脑皮质检测出三种K+电流,它们分别对细胞内不同浓度的ATP敏感[13],具有不同的电导值,可见脑组织中KATP 通道存在功能上的差异性,不同的通道能在细胞内ATP含量不同水平上发挥作用,这样神经细胞的代谢率和膜兴奋性就可以连续偶联。一般情况下,KATP 通道可被细胞内生理浓度的ATP抑制,处于关闭状态[14],但ATP关闭其通道的机制仍未确定,因为ATP究竟结合于KATP 通道上哪个部位使其受到抑制,目前尚存争议[7]。钾通道开放剂能激活KATP 通道,使其通道开放,K+外流,膜电位超极化,降低细胞兴奋性。由此可见,KATP 通道的生理意义可能是当细胞能量代谢障碍时,胞内ATP含量下降,导致其开放,降低细胞兴奋性,从而发挥保护神经细胞的作用。也有的报告指出,生理条件下KATP 通道是激活的,它受糖浓度调控,随着葡萄糖浓度的改变,参与调节神经递质的释放[15],此种KATP 通道可能是上述三种KATP 通道之一,也可能是糖敏感的KATP 通道。

KATP 通道的一个显著特点是rundown现象。该现象可能依赖于KATP 通道的磷酸化与去磷酸化之间的平衡,通道磷酸化在维持KATP 通道的活性中起重要的作用。长期的代谢抑制改变了磷酸化/去磷酸化的平衡,使通道关闭[23]。也有人解释可能与KATP 通道与细胞骨架非偶联或者与阴性磷酸脂的水解有关[24 25]。究竟这些机制的一种或几种与rundown现象有关仍不清楚[7]

二 脑损伤时的ATP敏感性钾通道

脑损伤时,脑组织充血、水肿,颅内压升高,压迫颅内血管,使神经细胞缺血乏氧,细胞代谢功能障碍,诱导机体发生一系列变化。

早在1967年,人们就已经在猫的皮质和海马细胞上检测到,当乏氧时,细胞产生膜超极化[16]。直到1982年,才发现在介导这种膜超极化时,K+的电导增强[17]。其后几年的研究证实,在海马的CA1区乏氧激活一种突触后的K+电导,导致突触超极化[18]Mourre也发现,在CA3区,乏氧时由于细胞内ATP减少,引起一种突触前的K+电导激活,从而使兴奋性氨基酸释放减少[19]。由此,Grigg等对海马上的KATP 通道进行了研究,他们发现KATP 通道存在于突触前后膜,乏氧诱导的超极化可以被黄酰脲阻断,说明KATP 通道参与介导轴突超极化[20]。利用膜片钳技术观察,代谢抑制时海马CA1区的锥体细胞发生短暂膜超极化,当ATP 水平进一步下降时,细胞内离子紊乱,自由基增加,钙超载,而致细胞死亡[21]KATP 通道阻断剂甲苯磺丁脲可以逆转这种超极化,可见在大多数细胞观察到的超极化是对甲苯磺丁脲敏感的KATP 通道的开放所致[22]。海马中不同种类的细胞对乏氧的敏感性不全相同,其中CA1区的锥体细胞最敏感,Zawar[26]等人认为可能与KATP 通道数量的多少有关,在出现代谢抑制时,含KATP 通道较多的中间神经元可以开放更多的KATP 通道,因而超极化强度更强烈,细胞兴奋性降低,耗氧量减少,而使细胞受到保护,而锥体细胞含KATP 通道相对较少,所以对乏氧更敏感。

在对鼠的新皮质神经元乏氧研究发现,40%的细胞发生轴突超极化,37%的细胞轴突直接发生去极化,轴突的超极化不被TTX影响,而能被KATP 通道阻断剂gliquidone改变,所以在乏氧时,有部分皮质细胞的KATP 通道被激活,K+外流,发生超极化[27]。纹状体与皮质相似,其中中型棘细胞对乏氧缺血产生强烈的膜去极化[28],而大型无棘细胞则发生由KATP 通道介导的膜超极化[29],由此可知,KATP 通道在脑组织中分布的不均匀性,而这些细胞的特异表现的原因及它们在形态,生理学等方面是否有所不同,还有待进一步研究。

很多报告已经指出,在不同的脑区,对于缺血乏氧产生超极化的神经元是通过K+传导的激活,这些传导在海马、皮质、黑质、背根迷走神经元等被认为主要是通过KATP 通道[1],但并不排除其它通道,因为对蓝斑神经元应用NaCN使细胞代谢抑制时,不但激活了KATP 通道,而且也有Ca2+激活的K+外流,IKATP的激活比IKCa2+快,但长期应用NaCNIKATP发生rundown现象,而KCa2+通道没有此现象[30]。有趣的是,Liu等人则认为乏氧抑制皮质神经元的Ca2+激活的K+通道[31]。尽管如此,可以肯定的是KATP 通道在神经细胞缺血乏氧中发挥了重要的保护作用。

三 临床意义

KATP 通道与脑损伤致缺血乏氧的关系,主要是其调节药物的开发与应用,KATP 通道开放剂可以延缓缺血乏氧时引起的细胞死亡已经得到证明。短期的脑缺血时,一些急性早期基因大量表达(如HSPc-fosc-jun),长期缺血时,在缺血敏感的脑区,这些基因产物明显增多,在缺血前或再灌时,注入KATP 通道开放剂(--cromakalim,nicorandil,pinacidil可以阻止这些基因的表达,防止神经细胞变性[32]。另外,KATP 通道能够影响神经递质的释放和传递,高浓度的谷氨酸是一种毒性物质,由缺血乏氧导致神经细胞的死亡与突触间隙高浓度的谷氨酸有关[33]KATP 通道开放剂抑制谷氨酸对突触后膜的作用,调节突触后Ca2+稳态,使肿胀的细胞还原[34]KATP 通道开放剂还能减少GABA 的释放,影响突触后膜对GABA 的反应[35],利用该通道的阻断剂能取消开放剂的有效作用[32]。可见它们都是通过KATP 通道对细胞起作用。但Crepel等人曾经指出,KATP 通道开放剂二氮嗪增强谷氨酸能电流,减少GABA 能电流,而且它不是通过KATP 通道起作用,可能被第二信使介导[36]。因此KATP 通道开放剂在缺血脑组织的应用还需进一步研究。

尽管KATP 通道的亚单位已经被克隆,但神经细胞的KATP 通道分子组成及功能多样性仍未解决,正常生理条件下,KATP 通道对神经细胞是否有功能,不同脑区,不同功能的神经细胞KATP 通道有何区别,以及KATP 通道开放剂在临床上的最终应用等,这些都是有待解决的问题。 

参考文献

1 Pisani,A. Calabresi,P. Centonze,D.et al. Electrophysiological recordings and calcium measurements in striatal large aspiny interneurons in response to combined O2/glucose deprivation. J Neurophysiol. 1999 May; 81(5): 2508-16

2.    Krnjevic,K. Leblond,J. Anoxia reversibly inactivates hippocampal Ca-currents. Adv Behav Biol. 1988; 35: 183-190

  1. Noma,A. Shbasaki,T. Membrane current through adenosion-triphosphate regulated potassium channels in guinea pig ventricular cells.J Physiol. 1995; 363:463
  2. Ashcroft,SJH. Ashcroft,FM. Properties and functions of ATP-sensitive K+ channels. Cell signal. 1990; 2: 197-214
  3. Noma,A. ATP-regulated K+ channels in cardiac muscle. Nature. 1983; 305: 147
  4. Lazdunski,M. ATP-sensitive potassium channels: an overview. J Cardiovasc Pharmac. 1994;24(suppl 4):S1-S5
  5. Bryan,L.A. Bryan,J. Molecular biology of adenosine triphosphate sensitive potassium channels. Endocr Rew. 1999 Apr;20(2): 101-135
  6. Liss,B. Bruns,R. Roeper,J. Alternative sulfonylurea receptor expression defines metabolic sensitivity of K-ATPchannels in dopaminergic midbrain neurons. EMBO J. 1999 Feb; 18(4):833-46
  7. Karschin,A. Brockhaus,J. Ballanyi,K. KATPchannel formation by the sulfonylurea receptors Sur1 with Kir6.2 subunits in rat dorsal vagal neurons in situ. J Physiol(Lond). 1998 Jun; 509(Pt 2): 339-46
  8. Gehlert,DR. Gackenheimer,SL. Mais,DE.et al. Quantitative autoradiography of binding sites for [125I] idioglyburide, a novel high-affinity ligand for ATP-sensitive potassium channels in rat brain. J Pharmacol Exp Ther. 1991;257:901-907
  9. Dallaporta,M. Perrin,J. Orsini,JC. Involvement of adenosine triphosphate-sensitive K+ channels in glucose-sensing in the rat sokitary tract nucleus. Neurosci Lett. 2000 Jan; 278(1-2): 77-80
  10. Lee,K. Dixon,AK. Rowe,IC. Et al. Direct demonstration of sulfonylurer-sensitive KATP channels on nerve terminals of the rat motor cortex. Br J Pharmacol. 1995 Jun; 115(3): 385-7
  11. Jiang,C. Haddad,GG. Modulation of K+ channels by intracellular ATP in human neocortical neurons. J Neurophysiol. 1997Jan; 77(1): 93-102
  12. Jiang,C. Sigworth, FT. Haddad,GG. Oxygen deprivation activates an ATP-inhibitable K+ channel in substantia nigra neurons. J Neurosci. 1994; 14(9): 5590-5602
  13. Duun-Meynell,AA. Rawson,NE. Levin,BE. Distribution and phenotype of neurpns containing the ATP-sensitive K+ channel in rat brain. Brain Res. 1998 Dec; 814(1-2): 41-54
  14. Glotzner,F. Intracellular potential,EEG and cortical gleichspannung an der sensomotorischen rinde der katze beiakuter hypoxia. Arch Psychiat Neryenkr. 1967; 210:274-296
  15. Hansen,A.J. Housgaard,J. Jahnsen,H. Anoxia increases potassium conduatance in hippocampal nerve cells. Acta Physiol Scand. 1982;115: 301-310
  16. Leblond,J. Krnjevic,K. Hypoxic changes in hippocampal neurons. J Neurophysiol. 1989; 62: 1-14
  17. Mourre,C. Ben-ari,Y. Bernardi,H. Et al. Antidiabetic sulfonylureas:locolization of binding sites in the brain and effects on the hyperpolarization induced by anoxia in hippocampal slices. Brain Res. 1989; 486: 159-164
  18. Grigg,JJ. Anderson,E.G. Glucose and sulfonylureas modify different phases of the membrane potential change during hypoxia in rat hippocampal slices. Brain Res. 1989; 489:302-310
  19. Ohno-Shosaku,T. Yamamoto,C. Identification of an ATP-sensitive K+ channel in rat cultured cortical neurons. Pflugers Arch. 1992 Dec; 422(3): 260-6
  20. Hyllienmark,L. Brismar,T. Effect of metabolic inhibition on K+ channels in pyromidal cells of the hippocampal CA1 region in rat brain slices. J Physiol(Lond). 1996 Oct; 496(Pt 1): 155-64
  21. SusumuKoyama. Young-Hon Jin. Norio Akaike. ATP-sensitive and Ca2+-activated K+ channel activities in the rat locus corruleus neurons during metabolic inhibition. Brain Res. 1999 Feb; 828: 189-92
  22. Furukawa,T. Yamane,T. Terai,T. et al. Functional linkage of the cardiac ATP-sensitive K+ channel to the actin cytoskeleton. Pflugers Arch. 1996;431: 504-12
  23. Fan,Z. Makielski,JC. Anionic phospholipids activate ATP-sensitive potassium channels. J Biol Chem. 1997; 272: 5388-95
  24. C.Zawar,T.D. Bland,C. Schirra,A. et al. Cell-type specific expression of KATP channel in the rat hippocampus. J Physiol. 1999;541:2327-341
  25. Luhmann,HJ. Hypoxia-induced functional alterations in adult rat neocotex. J Neurophysiol. 1992 Apr; 67(4): 798-811
  26. Calabresi,P. Pisani,A. Mercuri,N.B. et al.On the mechanisms underlying hypoxia-induced membrane depolarization in striatal neurons. Brain. 1995;118:1027-38
  27. Calabresi,P. Ascone,C. Centonze,D. et al. Opposite membrane potential changes induced by glucose deprivation in strital spiny neurons and in large aspiny interneurons. J Neurosci. 1997;17:1940-49
  28. Koyawa,S.Jin,YH. Akaike,N. ATP-sensitive and Ca2+-activated K+ channel activities in the rat locus coeruleus neurons during metabolic inhibition. Brain Res. 1999 May; 828(1-2): 189-92
  29. Liu,H. Moczydlowski,E. Haddad GG. O2 deprivation inhibits Ca2+-activated K+ CHANNELS VIA CYTOSOLIC FACTORS IN MICE NEOCORTICAL NEURONS. J Clin Invest. 1999 Sep; 104(5): 577-88
  30. Heurteaux,C. Bertaina,V. Widmann,C. et al. K+ channel openers prevent global ischemia-induced expression of c-fos, c-jun, heat shock protein and amyloid beta-protein precursor genes and neuronal death in rat hippocampus. Proc Natl Acad Sci USA. 1993 Oct; 90(20): 9431-5
  31. Mourre,C. Widmann,C. Lazdunski,M. Et al. Specific hippocampal lesions indicate the presense of sulfonylurea binding sites associated to KATPchannel both postsynaptically and on mossy fibers. Brain Res. 1991;540: 340-344
  32. Lauritzen,I. De Weille JR. Lazdunski,M. The potassium channel opener (-)-cromakalim prevents glutamate-induced cell death in hippocampal neurons. J Neurochem. 1997 Oct; 69(4): 1570-9
  33. Ohno-Shosaku,T. Sawada,S. Yamamoto,C.ATP-sensitive K+ channel activators suppress the GABAergic inhibitory transmission by acting on both presynaptic and postsynaptic sites in rat cultured hippocampal neurons. Neurosci Lett.1993 Sep; 159(1-2): 139-42
  34. Crepel,V. Rovira,C. Ben-Ari,Y. Et al. The K+ channel opener diazoxide enhances glutamatergic currents and reduces GABAergic currents in hippocampal neurons. J Neurophysiol. 1993 Feb; 69(2): 494-503
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